Повреждение ДНК

Повреждение ДНК — это изменение химической структуры ДНК, такое как однонитевой или двунитевой разрыв сахаро-фосфатного остова ДНК, потеря или химическое изменение азотистых оснований, сшивка цепей ДНК, сшивка ДНК-белок. Структура ДНК в клетке регулярно нарушается из-за того, что при естественном метаболизме образуются соединения, которые обладают способностью повреждать ДНК. Эти соединения включают активные формы кислорода, реактивные формы азота, активные карбонильные группы, продукты перекисного окисления липидов и алкилирующие агенты[1]. Частота повреждений ДНК, вызванных воздействием естественных клеточных метаболитов, достигает по некоторым оценкам десятков тысяч событий в день на клетку [2]. ДНК может быть повреждена также из-за воздействия внешних агентов, таких как ионизирующее излучение или химические мутагены.

Повреждения ДНК следует отличать от мутаций. Повреждения ДНК представляют собой аномальные химические структуры в ДНК, в то время как мутации являются изменениями в последовательности стандартных пар оснований: А (аденозина), Т (тимидина), С (цитидина), G (гуанозина).

Большинство повреждений ДНК может быть исправлено в ходе репарации ДНК, однако репарация ДНК, во-первых, не является полностью эффективной, во-вторых, в некоторых случаях репарация повреждений ДНК приводит к ошибкам и, как следствие, к возникновению мутаций. Кроме того, существуют свидетельства, что процесс репарации некоторых повреждений ДНК, а именно двунитевых разрывов ДНК, может привести к эпигенетическим изменениям в виде метилирования окружающей ДНК и, как следствие, замолканию экспрессии гена [3].

Повреждение ДНК может привести к запуску программируемой клеточной гибели, то есть к апоптозу[4]. Неисправленные повреждения ДНК могут накапливаться в неделящихся постмитотических клетках, таких как клетки мозга или клетки мышц взрослых млекопитающих, и могут являться причиной старения[5][6][7]. В делящихся клетках, таких как клетки эпителия кишечника или гемапоэтические клетки костного мозга, ошибки в репарации повреждений ДНК могут привести к возникновению мутаций, которые передадутся последующими поколениям клеток, и некоторые из таких мутаций могут обладать онкогенным потенциалом.

Влияние на жизнедеятельностьПравить

Косвенным свидетельством того, что повреждение ДНК является серьёзной проблемой для живых организмов, является то, что репарация ДНК обнаружена во всех клеточных организмах, которые были исследованы на её наличие. Например, в бактериях регуляторная сеть, направленная на исправление повреждений ДНК (названная SOS-ответом в Escherichia coli) найдена во многих бактериальных видах. Белок RecA E. coli, являющийся ключевым в реакциях SOS-ответа, относится к широко распространённому классу белков, производящих обмен цепями ДНК в процессе гомологичной рекомбинации — механизме, который обеспечивает стабильность генома путём исправления разрывов ДНК[8]. Гены, гомологичные RecA и другим центральным генам SOS-ответа, найдены почти во всех бактериальных геномах, секвенированных на сегодняшний день, что наводит на мысль о древнем происхождении и широком распространении рекомбинационной репарации повреждений ДНК[9]. Рекомбиназы, гомологичные RecA, также широко распространены среди эукариот. Например, в делящихся дрожжах и в клетках человека гомологи RecA способствуют обмену цепями ДНК в комплексе спираль-спираль, необходимому для репарации двунитевых разрывов ДНК[10][11].

Также на важность сохранения целостности ДНК в клетке указывает то, что в процессы репарации повреждений ДНК вкладывается много клеточных энергетических ресурсов. По некоторым оценкам, исправление только одного двуцепочечного разрыва ДНК в клетке человека требует более чем 10 000 молекул АТФ, которые используются в процессе выявления повреждения, образования фокусов репарации и образования комплексов гомологичной рекомбинации с участием Rad51[6].

Частота внутренних повреждений ДНКПравить

Список ниже иллюстрирует частоты, с которыми в течение суток возникают новые естественные повреждения ДНК, обусловленные внутренними клеточными процессами.

  • Окислительные повреждения
    • Люди, на клетку в сутки — 10 000[12], 11 500[13], 2800 (специфические повреждения 8-oxoGua, 8-oxodG и 5-HMUra)[14][15].
    • Крысы, на клетку в сутки — 74 000[13], 86 000[16], 100 000[12].
    • Мыши, на клетку в сутки — 34 000 (специфические повреждения 8-oxoGua, 8-oxodG и 5-HMUra)[14] 47 000 (специфические повреждения oxo8dG в печени мыши)[17], 28 000 (специфические повреждения 8-oxoGua, 8-oxodG, 5-HMUra)[15].
  • Депуринизация
    • Клетки млекопитающих, на клетку в сутки — 2000 — 10 000[18][19], 9000[20], 12 000[21], 13 920[22].
  • Депиримидинизация
    • Клетки млекопитающих, на клетку в сутки — 600[21], 696[22].
  • Одноцепочечные разрывы
    • Клетки млекопитающих, на клетку в сутки — 55 200[22].
  • Двуцепочечные разрывы
    • Клетки человека, на клеточный цикл — 10[23], 50[24].
  • O6-метилгуанидины
    • Клетки млекопитающих, на клетку в сутки — 3120[22].
  • Дезаминирование цитозина
    • Клетки млекопитающих, на клетку в сутки — 192[22].

Другим важнейшим повреждением ДНК является образование M1dG — 3-(2'-дезокси-β-D-эритро-пентофуранозил)пиримидо[1,2-a]-пурин-10(3H)-она. Важным показателем может служить стационарный уровень в ДНК, отражающий и частоту возникновения, и частоту репарации ДНК. Стационарный уровень M1dG выше, чем уровень 8-oxodG.[25] Это указывает на то, что некоторые повреждения ДНК происходящие с низкой частотой, тяжело подвергаются исправлению и остаются в ДНК с высоким уровнем содержания в ней. Как M1dG[26], так и 8-oxodG[27] являются мутагенными.

Стационарный уровень повреждений ДНКПравить

Стационарный уровень повреждений ДНК отражает баланс между их возникновением и их репарацией. Охарактеризовано более чем 100 видов окислительных повреждений ДНК, и 8-oxodG является результатом около 5 % из них[28]. Helbock и др.[29] оценили стационарный уровень окислительных ДНК-аддуктов как 24 000 на клетку у молодых крыс и 66 000 аддуктов на клетку у старых крыс. Это отражает накопление повреждений ДНК с возрастом.

Swenberg и др.[30] измерили среднее количество отдельных стационарных эндогенных повреждений ДНК в клетках млекопитающих. Как показано в таблице 1, они оценили семь наиболее распространенных повреждений.

Таблица 1. Стационарное количество эндогенных повреждений ДНК
Эндогенное повреждение Количество на клетку
Потеря основания 30 000
N7-(2-Гидроксиэтил)гуанин (7HEG) 3 000
8-Гидроксигуанин 2 400
7-(2-Оксоэтил)гуанин 1 500
Формальдегидные аддукты 960
Акролеин-дезоксигуанин 120
Малоновый диальдегид-дезоксигуанин 60

Измеряя стационарные повреждения в определенных тканях крыс, Nakamura and Swenberg[31] показали, что число сайтов с потерей основания варьирует от около 50 000 на клетку в печени, почках и легких до около 200 000 на клетку в мозге.

Последствия естественных повреждений ДНКПравить

Дифференцированные соматические клетки у взрослых особей млекопитающих, в основном, реплицируются редко или совсем не реплицируются. Такие клетки, включая, например, нейроны мозга и миоциты мышц, мало или совсем не делятся. Нереплицирующиеся клетки, в основном, не производят мутаций, индуцируемых повреждениями ДНК на стадии репликации. Эти нереплицирующиеся клетки обычно не перерождаются в раковые, но они со временем накапливают повреждения ДНК, что, вероятно, вносит свой вклад в старение. В нереплицирующихся клетках одноцепочечный разрыв или другой тип повреждения в транскрибируемой цепи ДНК может блокировать транскрипцию, катализируемую РНК-полимеразой II[32]. Это будет мешать синтезу белка, кодируемого геном, в котором произошла такая блокировка.

Brasnjevic и др.[33] суммировали доказательства, показывающие, что одноцепочечные разрывы накапливаются с возрастом в мозге (хотя их число отличалось в разных зонах мозга) и что они наиболее представляют собой часто встречающийся стационарный тип повреждений в мозге. Как обсуждалось выше, эти накопившиеся одноцепочечные разрывы ожидаемо будут блокировать транскрипцию генов. В соответствии с этим, в обзоре, сделанном Hetman и др.,[34], были идентифицированы 182 гена, для которых показано снижение их транскрипции в мозгу лиц старше, чем 72 года, по сравнению с их транскрипцией в мозгу лиц моложе 43 лет. Когда было оценено содержание 40 определенных белков в мышцах крыс, для большинства белков показано значительное снижение содержания от 18 месячного (молодые крысы) к 30 месячному (старые крысы) возрасту.[35]

Другой тип повреждений ДНК, двуцепочечные разрывы, как показано, приводят к клеточной смерти (потере клеток) посредством апоптоза.[36] Этот тип повреждений ДНК не аккумулируется с возрастом, так как такие клетки погибают в ходе апоптоза.

См. такжеПравить

ПримечанияПравить

  1. De Bont R, van Larebeke N. (2004) Endogenous DNA damage in humans: a review of quantitative data. Mutagenesis 19(3):169-185. Review. PMID 15123782
  2. Carol Bernstein, Anil R. Prasad, Valentine Nfonsam and Harris Bernstein (2013). DNA Damage, DNA Repair and Cancer, New Research Directions in DNA Repair, Prof. Clark Chen (Ed.), ISBN 978-953-51-1114-6, InTech, DOI: 10.5772/53919. Available from: http://www.intechopen.com/books/new-research-directions-in-dna-repair/dna-damage-dna-repair-and-cancer
  3. O’Hagan HM, Mohammad HP, Baylin SB. (2008) Double strand breaks can initiate gene silencing and SIRT1-dependent onset of DNA methylation in an exogenous promoter CpG island. PLoS Genet. 4(8): e1000155. doi:10.1371/journal.pgen.1000155 PMID 18704159
  4. Roos W. P., Kaina B. DNA damage-induced cell death by apoptosis (англ.) // Trends in molecular medicine. — 2006. — Vol. 12, no. 9. — P. 440-450. — doi:10.1016/j.molmed.2006.07.007.
  5. Bernstein H, Payne CM, Bernstein C, Garewal H, Dvorak K (2008). Cancer and aging as consequences of un-repaired DNA damage. In: New Research on DNA Damages (Editors: Honoka Kimura and Aoi Suzuki) Nova Science Publishers, Inc., New York, Chapter 1, pp. 1-47. open access, but read only https://www.novapublishers.com/catalog/product_info.php?products_id=43247 Архивная копия от 25 октября 2014 на Wayback Machine ISBN 978-1604565812
  6. 1 2 Hoeijmakers JH. (2009) DNA damage, aging, and cancer. N Engl J Med. 361(15):1475-1485. Review. PMID 19812404
  7. Freitas AA, de Magalhães JP. (2011) A review and appraisal of the DNA damage theory of ageing. Mutat Res. 728(1-2):12-22. Review. doi:10.1016/j.mrrev.2011.05.001 PMID 21600302
  8. Bell JC, Plank JL, Dombrowski CC, Kowalczykowski SC. (2012) Direct imaging of RecA nucleation and growth on single molecules of SSB-coated ssDNA. Nature 491(7423):274-278. doi:10.1038/nature11598. PMID 23103864
  9. Erill I, Campoy S, Barbé J. (2007) Aeons of distress: an evolutionary perspective on the bacterial SOS response. FEMS Microbiol Rev. 31(6):637-656. Review. doi:10.1111/j.1574-6976.2007.00082.x PMID 17883408
  10. Murayama Y, Kurokawa Y, Mayanagi K, Iwasaki H. (2008) Formation and branch migration of Holliday junctions mediated by eukaryotic recombinases. Nature 451(7181):1018-1021. PMID 18256600
  11. Holthausen JT, Wyman C, Kanaar R. (2010) Regulation of DNA strand exchange in homologous recombination. DNA Repair (Amst) 9(12):1264-1272. PMID 20971042
  12. 1 2 Ames BN, Shigenaga MK, Hagen TM. (1993) Oxidants, antioxidants, and the degenerative diseases of aging. Proc Natl Acad Sci U S A. 90(17):7915-7922. Review. PMID 8367443
  13. 1 2 Helbock HJ, Beckman KB, Shigenaga MK, Walter PB, Woodall AA, Yeo HC, Ames BN. (1998) DNA oxidation matters: the HPLC-electrochemical detection assay of 8-oxo-deoxyguanosine and 8-oxo-guanine. Proc Natl Acad Sci U S A. 95(1): 288—293. PMID 9419368
  14. 1 2 Foksinski M, Rozalski R, Guz J, Ruszkowska B, Sztukowska P, Piwowarski M, Klungland A, Olinski R. (2004) Urinary excretion of DNA repair products correlates with metabolic rates as well as with maximum life spans of different mammalian species. Free Radic Biol Med 37(9) 1449—1454. PMID 15454284
  15. 1 2 Tudek B, Winczura A, Janik J, Siomek A, Foksinski M, Oliński R. (2010). Involvement of oxidatively damaged DNA and repair in cancer development and aging. Am J Transl Res 2(3):254-284. PMID 20589166
  16. Fraga CG, Shigenaga MK, Park JW, Degan P, Ames BN. Oxidative damage to DNA during aging: 8-hydroxy-2'-deoxyguanosine in rat organ DNA and urine. Proc Natl Acad Sci U S A 1990;87(12) 4533-4537. PMID 2352934
  17. Hamilton ML, Guo Z, Fuller CD, Van Remmen H, Ward WF, Austad SN, Troyer DA, Thompson I, Richardson A. (2001). A reliable assessment of 8-oxo-2-deoxyguanosine levels in nuclear and mitochondrial DNA using the sodium iodide method to isolate DNA. Nucleic Acids Res 29(10):2117-2126. PMID 11353081
  18. Lindahl T, Nyberg B. (1972) Rate of depurination of native deoxyribonucleic acid. Biochemistry 11(19) 3610-3618.doi:10.1038/362709a0 PMID 4626532
  19. Lindahl T. (1993) Instability and decay of the primary structure of DNA. Nature 362(6422) 709—715. PMID 8469282
  20. Nakamura J, Walker VE, Upton PB, Chiang SY, Kow YW, Swenberg JA. Highly sensitive apurinic/apyrimidinic site assay can detect spontaneous and chemically induced depurination under physiological conditions. Cancer Res 1998;58(2) 222—225. PMID 9443396
  21. 1 2 Lindahl T. (1977) DNA repair enzymes acting on spontaneous lesions in DNA. In: Nichols WW and Murphy DG (eds.) DNA Repair Processes. Symposia Specialists, Miami p225-240. ISBN 088372099X ISBN 978-0883720998
  22. 1 2 3 4 5 Tice, R.R., and Setlow, R.B. (1985) DNA repair and replication in aging organisms and cells. In: Finch EE and Schneider EL (eds.) Handbook of the Biology of Aging. Van Nostrand Reinhold, New York. Pages 173—224. ISBN 0442225296 ISBN 978-0442225292
  23. Haber JE. (1999) DNA recombination: the replication connection. Trends Biochem Sci 24(7) 271—275. PMID 10390616
  24. Vilenchik MM, Knudson AG. (2003) Endogenous DNA double-strand breaks: production, fidelity of repair, and induction of cancer. Proc Natl Acad Sci U S A 100(22) 12871-12876. PMID 14566050
  25. Kadlubar FF, Anderson KE, Häussermann S, Lang NP, Barone GW, Thompson PA, MacLeod SL, Chou MW, Mikhailova M, Plastaras J, Marnett LJ, Nair J, Velic I, Bartsch H. (1998) Comparison of DNA adduct levels associated with oxidative stress in human pancreas. Mutat Res. 405(2):125-33. PMID 9748537
  26. VanderVeen LA, Hashim MF, Shyr Y, Marnett LJ. Induction of frameshift and base pair substitution mutations by the major DNA adduct of the endogenous carcinogen malondialdehyde. (2003) Proc Natl Acad Sci U S A 100(24):14247-14252. PMID 14603032
  27. Tan X, Grollman AP, Shibutani S. (1999) Comparison of the mutagenic properties of 8-oxo-7,8-dihydro-2'-deoxyadenosine and 8-oxo-7,8-dihydro-2'-deoxyguanosine DNA lesions in mammalian cells. Carcinogenesis 20(12):2287-2292. PMID 10590221
  28. Hamilton ML, Guo Z, Fuller CD, Van Remmen H, Ward WF, Austad SN, Troyer DA, Thompson I, Richardson A. (2001) A reliable assessment of 8-oxo-2-deoxyguanosine levels in nuclear and mitochondrial DNA using the sodium iodide method to isolate DNA. Nucleic Acids Res. 29(10):2117-26. PMID 11353081
  29. Helbock HJ, Beckman KB, Shigenaga MK, Walter PB, Woodall AA, Yeo HC, Ames BN. (1998) DNA oxidation matters: the HPLC-electrochemical detection assay of 8-oxo-deoxyguanosine and 8-oxo-guanine. Proc Natl Acad Sci U S A 95(1):288-293. PMID 9419368
  30. Swenberg JA, Lu K, Moeller BC, Gao L, Upton PB, Nakamura J, Starr TB. (2011) Endogenous versus exogenous DNA adducts: their role in carcinogenesis, epidemiology, and risk assessment. Toxicol Sci. 120(Suppl 1):S130-45. PMID 21163908
  31. Nakamura J, Swenberg JA. (1999) Endogenous apurinic/apyrimidinic sites in genomic DNA of mammalian tissues. Cancer Res. 59(11):2522-2526. PMID 10363965
  32. Kathe SD, Shen GP, Wallace SS. (2004) Single-stranded breaks in DNA but not oxidative DNA base damages block transcriptional elongation by RNA polymerase II in HeLa cell nuclear extracts. J Biol Chem. 279(18):18511-18520. PMID 14978042
  33. Brasnjevic I, Hof PR, Steinbusch HW, Schmitz C. (2008) Accumulation of nuclear DNA damage or neuron loss: molecular basis for a new approach to understanding selective neuronal vulnerability in neurodegenerative diseases. DNA Repair (Amst). 7(7):1087-1097. PMID 18458001
  34. Hetman M, Vashishta A, Rempala G. (2010) Neurotoxic mechanisms of DNA damage: focus on transcriptional inhibition. J Neurochem. 114(6):1537-1549. doi: 10.1111/j.1471-4159.2010.06859.x. Review. PMID 20557419
  35. Piec I, Listrat A, Alliot J, Chambon C, Taylor RG, Bechet D. (2005) Differential proteome analysis of aging in rat skeletal muscle. FASEB J. 19(9):1143-5. PMID 15831715
  36. Carnevale J, Palander O, Seifried LA, Dick FA. (2012) DNA damage signals through differentially modified E2F1 molecules to induce apoptosis. Mol Cell Biol. 32(5):900-912. PMID 22184068